RAS BiologyРастительные ресурсы Vegetation Resources

  • ISSN (Print) 0033-9946
  • ISSN (Online) 3034-5723

Conservation of the vulnerable species Oxytropis chankaensis (Fabaceae) using in vitro culture

PII
S3034572325010067-1
DOI
10.7868/S3034572325010067
Publication type
Article
Status
Published
Authors
Volume/ Edition
Volume 61 / Issue number 1
Pages
74-79
Abstract
The protocol of microclonal reproduction of Oxytropis chankaensis Jurtz. (a rare endemic species of the Primorye Territory) was developed for the first time. Seeds of the second year of storage were used as primary explants. Seed germination was 36%, and viability – 75%. Cultivation was carried out on Murashige and Skoog (MS) medium. The effect of four growth regulators (6-benzylaminopurine, thidiazuron, 1-naphthylacetic acid and indolе-3-butyric acid) in concentrations from 0.5 to 2 mg/l, and of their combinations on the reproduction index and rooting of microclones in vitro was evaluated. In the studied species, the positive effect of 0.5 mg/l thidiazuron and 2 mg/l indole-3-butyric acid on the multiplication of shoots was observed. On the growth media supplemented with the above growth regulators, the reproduction index was 6 and 7, respectively. Simultaneous application of two growth regulators into the nutrient medium leads to the formation of callus tissue, subsequently vitrified. Root formation is observed on MS medium supplemented with 1 mg/l indole-3-butyric acid or 0.5 mg/l 1-naphthylacetic acid.
Keywords
микроклональное размножение редкие виды сохранение биоразнообразия эндемичный вид
Date of publication
03.03.2025
Year of publication
2025
Number of purchasers
0
Views
57

References

  1. 1. Артюкова В. Е., Козыренко М. М. 2012. Филогенетические отношения Oxytropis chankaensis Jurtz. и Oxytropis oxyphylla (Pall.) DC. (Fabaceae) по данным секвенирования ITS рибосомного оперона ядерной ДНК и межгенных спейсеров хлоропластного генома. — Генетика. 48(2): 186–193. https://elibrary.ru/oowiht
  2. 2. Воронкова Н. М., Холина А. Б. 2010. Сохранение эндемичных видов Дальнего Востока России с помощью глубокого замораживания семян. — Известия РАН. Серия биологическая. 5: 581–586. https://elibrary.ru/mvntdl
  3. 3. Воронкова Н. М., Холина А. Б. 2017. Биология прорастания и хранение семян эндемичных видов рода остролодка (Oxytropis DC., семейство Fabaceae) Сибири и Дальнего Востока России. — Вестник ДВО РАН. 2: 23–30. https://elibrary.ru/zizpkb
  4. 4. Малышев Л. И. 2008. Разнообразие рода остролодка (Oxytropis) в Азиатской России. — Turczaninowia. 11(3): 5–141. https://elibrary.ru/jvhfqv
  5. 5. Павлова Н. С. 1989. Oxytropis DC. — В кн.: Сосудистые растения советского Дальнего Востока. Л. Т. 4. С. 236–280.
  6. 6. Павлова Н. С. 2008. Остролодочник ханкайский – Oxytropis chankaensis (Jurtz.). — В кн.: Красная книга Приморского края: Растения. Редкие и находящиеся под угрозой исчезновения виды растений и грибов. Владивосток. С. 136–137. https://redbookpk.ru/index_plants.html
  7. 7. Павлова Н. С., Уланова К. П. 1971. К химическому исследованию дальневосточных видов рода Oxytropis DC. — В сб.: Тез. конф. Биологически активные вещества флоры и фауны Дальнего Востока и Тихого океана. Владивосток. С. 19.
  8. 8. Юрьева О. В., Гамбург К. З., Казановский С. Г. 2008. Клональное микроразмножение Oxytropis triphylla (Fabaceae). — Раст. ресурсы. 44(3): 36–40. https://elibrary.ru/julbcv
  9. 9. Шретер А. И. 1975. Остролодочник ханкайский – Oxytropis hailarensis Kitag. f. chankaensis (Jurtz.) Kitag. [О. oxyphylla (Pall.) DC., S.L.]. — В кн. Лекарственная флора советского Дальнего Востока. М. С. 163.
  10. 10. Бердасова К. С., Пьянова А. С., Каменева Л. А. 2023. Влияние абиотических факторов на всхожесть in vitro семян Oxytropis chankaensis Jurtz., редкого эндемичного вида Дальнего Востока России. — Botanica Pacifica. 12(2): 168–171. https://doi.org/10.17581/bp.2023.12206 (на англ.)
  11. 11. Burlakova L. E., Karatayev A. Y., Karatayev V. A., May M. E., Bennett D. L., Cook M. J. 2011. Endemic species: Contribution to community uniqueness, effect of habitat alteration, and conservation priorities. — Biological Conservation. 144(1): 155–165. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2010.08.010
  12. 12. Deepa A. V., Thomas T. D. 2020. In vitro strategies for the conservation of Indian medicinal climbers. — In Vitro Cell. Dev. Biol. — Plant. 56(6): 784–802. https://doi.org/10.1007/s11627-020-10084-x
  13. 13. Guo B., Abbasi B. H., Zeb A., Xu L. L., Wei Y. H. 2011. Thidiazuron: a multi-dimensional plant growth regulator. — Afr. J. Biotechnol. 10: 8984–9000. https://doi.org/10.5897/AJB11.636
  14. 14. Guo B., Stiles A. R., Liu C. Z. 2012. Thidiazuron enhances shoot organogenesis from leaf explants of Saussurea involucrate Kar. et Kir. — In Vitro Cell. Dev. Biol. — Plant. 48(6): 609–612. https://doi.org/10.1007/s11627-012-9468-6
  15. 15. He W., Guo B., Fan P., Guo L., Wei Ya. 2015. In vitro propagation of a poisonous plant Oxytropis glabra (Lam.) DC. — Plant Cell. Tiss. Organ. Cult. 120(1): 49–55. https://doi.org/10.1007/s11240-014-0577-2
  16. 16. Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. — Physiol. Plant. 15(3): 473–497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
QR
Translate

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Higher Attestation Commission

At the Ministry of Education and Science of the Russian Federation

Scopus

Scientific Electronic Library